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último nuevamente con agua. Colocar entre porta y
cubreobjetos con 2 a 3 gotas de una mezcla de
glicerina-agua (1:1) y observar al microscopio a
10x y 40x. Las paredes celulósicas se tiñen de rosa
púrpura. Las paredes lignificadas y las paredes con
tanino se tiñen de color azul verdoso brillante.
[NOTA: la coloración así obtenida no es estable.]
Observación de la droga en polvo
Observación directa
- Colocar 2 a 10 mg de la
droga en polvo sobre un portaobjetos. Agregar 2 ó
3 gotas de solución de ácido láctico al 5 %
(diafanizante) y colocar el cubreobjetos. Observar
al microscopio a 10x y 40x.
Reacciones histoquímicas -
Detección de almidón
- Colocar 2 a 10 mg de la
droga en polvo sobre un portaobjetos. Verter 2 ó
3 gotas de Solución de Lugol (SR) diluida (1:5) en
agua. Colocar el cubreobjetos y observar al
microscopio a 10x y 40x. Los granos de almidón se
colorean de azulvioláceo intenso.
Detección de lípidos y aceites esenciales
-
Colocar 2 a 10 mg de la droga en polvo sobre un
portaobjetos. Verter 2 ó 3 gotas de solución de
Sudan III (SR) y dejar actuar durante 2 ó 3 minutos.
Escurrir el líquido y lavar bien con alcohol 70 %.
Colocar el cubreobjetos y observar al microscopio a
10x y 40x. Los lípidos aparecen como gotas de
color rojo.
Detección de concreciones de carbonato de
calcio (cistolitos) y de cristales de oxalato de calcio
- Colocar 2 a 10 mg de la droga en polvo sobre un
portaobjetos.
Verter 2 ó 3 gotas de ácido
clorhídrico 2 M, con la precaución de que el
reactivo esté en íntimo contacto con todos los
componentes del polvo. Colocar el cubreobjetos y
observar inmediatamente al microscopio a 10x. La
presencia de carbonato de calcio está indicada por
la aparición de burbujas. Los cristales de oxalato de
calcio, que en general tardan más tiempo en
disolverse, no desprenden burbujas.
Detección de taninos
- Colocar 2 a 3 mg de la
droga en polvo sobre un portaobjetos. Verter 2 ó
3 gotas de solución de cloruro férrico al 5 %.
Colocar el cubreobjetos y observar al microscopio a
10x y 40x. La presencia de taninos se traduce en la
aparición de masas oscuras de color pardo, azul o
negro.
Obtención de disociados
Disociación. leve o débil
- Este método se
emplea principalmente para el análisis de hojas,
tallos herbáceos y cortezas. Los cristales se
conservan. Los almidones pierden su estructura
característica.
Colocar en un vaso de precipitados de 30 ml una
porción del material vegetal. Agregar 10 ml de
solución de hidróxido de sodio al 5 % y llevar a
ebullición durante 5 minutos. Enfriar. Trasvasar a
un tubo de centrífuga.
Centrifugar durante
2 minutos a 3000 rpm.
Descartar la solución
sobrenadante. Lavar con agua. Colocar una porción
del centrifugado sobre un portaobjetos con 2 ó
3 gotas de una mezcla de glicerina-agua (1:1).
Colocar el cubreobjetos y terminar la disgregación
ejerciendo presión. Observar al microscopio a 10x
y 40x.
Disociación fuerte
- Este método se emplea
principalmente para el análisis de leños, tegumentos
de semillas y endocarpios esclerosados-carozos.
No se conservan los cristales ni los almidones.
Colocar en un vaso de precipitados de 30 ml una
porción del material vegetal. Agregar 10 ml de
solución de hidróxido de potasio al 10 % y llevar a
ebullición durante 10 minutos. Enfriar. Eliminar
cuidadosamente la solución sobrenadante. Lavar
con agua. Colocar el material vegetal en un tubo de
centrífuga. Agregar 10 ml de solución de ácido
crónico al 25 % y dejar actuar durante un tiempo no
inferior a 30 minutos a temperatura ambiente.
Ensayar la consistencia del material vegetal con una
varilla de vidrio. Cuando esté lo suficientemente
blando, centrifugar durante 2 minutos a 3000 rpm.
Descartar el sobrenadante y lavar con agua hasta
eliminar totalmente el color amarillo del ácido
crómico. Colocar una porción del centrifugado
sobre un portaobjetos con 2 ó 3 gotas de una mezcla
de glicerina-agua (1:1). Colocar el cubreobjetos y
terminar la disgregación ejerciendo presión.
Observar al microscopio a 10x y 40x.
Determinación del índice de estomas
(Se emplea para hojas). Es el número de
estomas por cada 100 células epidérmicas en un
área fija.
Delimitar sobre una hoja de papel, con ayuda de
una cámara clara, de un tubo de dibujo o de un
ocular de dibujo, un área de 2 mm de lado
empleando un micrómetro objetivo, observando con
objetivo de 5x y ocular de 8x.
Colocar un trozo de hoja de 0,5 cm x 0,5 cm en
un vaso de precipitados de 30 ml. Agregar 10 ml de
una mezcla de hidrato de cloral y agua (5:2).
Llevar a ebullición durante 10 a 15 minutos o hasta
que el trozo se vuelva transparente. Esta operación
se realiza bajo campana.
Colocar el trozo de hoja sobre un portaobjetos
con la epidermis inferior hacia arriba. Agregar 2 ó
3 gotas de la mezcla de hidrato de cloral y agua y
colocar el cubreobjetos.
Contar las células
epidérmicas y los estomas que aparecen en el área